всероссийский научно-практический журнал
  • ISSN 2072-8158
  • -
  • Роспечать: 48626
  • Пресса России: 44722

ПЦР-скрининг бактериальных культур, выделенных из пресноводной губки Lubomirskia baicalensis, на наличие генов синтеза вторичных метаболитов

Опубликовано в журнале «Вода: химия и экология» № 7 за 2013 год, стр. 70-74.
Рубрика: Гидробиология

 

Калюжная О.В. кандидат биологических наук, научный сотрудник, ФГБУН Лимнологический институт Сибирского отделения Российской академии наук
Липко И.А. кандидат биологических наук, научный сотрудник, ФГБУН Лимнологический институт Сибирского отделения Российской академии наук
Ицкович В.Б. кандидат биологических наук, научный сотрудник, ФГБУН Лимнологический институт Сибирского отделения Российской академии наук
Калюжная О.В. инженер, ФГБУН Сибирский институт физиологии и биохимии растений Сибирского отделения Российской академии наук
Парфёнова В.В. кандидат биологических наук, доцент, заведующая. лабораторией водной микробиологии, ФГБУН Лимнологический институт Сибирского отделения Российской академии наук

Аннотация:
В составе микробных сообществ губок часто присутствуют продуценты биоактивных метаболитов. Из губки Lubomirskia baicalensis, обитающей в оз. Байкал, были выделены 14 бактериальных культур, принадлежащих филумам Firmicutes, Actinobacteria и Proteobacteria. Культуры идентифицировали с помощью молекулярных методов. Для анализа штаммов на наличие генов синтеза вторичных метаболитов: поликетидсинтаз (PKS) и нерибосомных пептидсинтаз (NRPS), применён ПЦР-скрининг с использованием вырожденных праймеров.

Ключевые слова: Lubomirskia baicalensis, гены синтеза биологически-активных метаболитов, пресноводные губки, ПЦР-скрининг, штаммы микроорганизмов

Ссылка для цитирования:
Калюжная О.В., Липко И.А., Ицкович В.Б., Калюжная О.В., Парфёнова В.В. ПЦР-скрининг бактериальных культур, выделенных из пресноводной губки Lubomirskia baicalensis, на наличие генов синтеза вторичных метаболитов // Вода: химия и экология. — 2013. — № 7. — c. 70-74. — http://watchemec.ru/article/25853/

Литература:
1. Taylor M.W. Sponge associated microorganisms: evolution, ecology, and biotechnological potential / Taylor M.W., Radax R., Steger D., Wagner M. // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2007. V. 71. № 2. Р. 295–347.
2. Webster N.S. Marine sponges and their microbial symbionts: love and other relationships / Webster N.S., Taylor M.W. // Environ. Microbiol. 2012. V. 14. № 2. P. 335–346.
3. Kennedy J. Diversity of microbes associated with the marine sponge, Haliclona simulans, isolated from Irish waters and identification of polyketide synthase genes from the sponge metagenome / Kennedy J., Codling C.E., Jones B.V., Dobson A.D., Marchesi J.R. // Environ. Microbiol. 2008. V. 10, № 7. P. 1888–1902.
4. Sipkema D. Multiple approaches to enhance the cultivability of bacteria associated with the marine sponge Haliclona (gellius) sp. / Sipkema D., Schippers K., Maalcke W.J., Yang Y., Salim S., Blanch H.W. // Appl. Environ. Microb. 2011. V. 77. № 6. P. 2130–2140.
5. Hentschel U. Genomic insights into the marine sponge microbiome / Hentschel U., Piel J., Degnan S.M., Taylor M.W. // Nat. Rev. Microbiol. 2012. V. 10. № 9. P. 641–654.
6. Jenke-Kodama H. Evolution of metabolic diversity: insights from microbial polyketide synthases / Jenke-Kodama H., Dittmann E. // Phytochemistry. 2009. V. 70. № 15-16. P. 1858–1866.
7. Nikolouli K. Bioactive compounds synthesized by non-ribosomal peptide synthetases and type-I polyketide synthases discovered through genome-mining and metagenomics / Nikolouli K., Mossialos D. // Biotechnol. Lett. 2012. V. 34. № 8. P. 1393–1403.
8. Ehrenreich I. Distribution and diversity of natural product genes in marine and freshwater cyanobacterial cultures and genomes / Ehrenreich I., Waterbury J., Webb E. // Appl. Environ. Microb. 2005. V. 71. № 11. P. 7401–7413.
9. Schirmer A. Metagenomic analysis reveals diverse polyketide synthase gene clusters in microorganisms associated with the marine sponge Discodermia dissolute / Schirmer A., Gadkari R., Reeves C., Ibrahim F., Edward F. DeLong E., Hutchinson R. // Appl. Environ. Microb. 2005.
V. 71. № 8. P. 4840–4849.
10. Valerio E. Diversity and impact of prokaryotic toxins on aquatic environments: a review / Valerio E., Chaves S., Tenreiro R. // Toxins (Basel). 2010. V. 2. № 10. P. 2359–2410.
11. Парфенова В.В. Микробное сообщество пресноводных губок озера Байкал / Парфенова В.В., Теркина И.А., Косторнова Т.Я. Никулина И. Г., Черных В. И., Максимова Э.А. // Изв. РАН. Серия биол. 2008. № 4. С. 435–441.
12. Bano N. Phylogenetic composition of bacterioplankton assemblages from the Arctic Ocean / Bano N., Hollibaugh J.T. // Appl. Environ. Microb. 2002. V. 68. № 2. P. 505–518.
13. Altschul S.F. Basic local alignment search tool / Altschul S.F., Warren G., Miller W., Myers E.W., Lipman D.J.// Mol. Biol. 1990. V. 215. № 3. P. 403–410.
14. Калюжная О.В. Разнообразие генов 16S рРНК в метагеномном сообществе пресноводной губки Lubomirskia baicalensis / Калюжная О.В., Кривич А.А., Ицкович В.Б. // Генетика. 2012. Т.48. № 8. 851–854.
15. Fickers P. Antibiotic compounds from Bacillus: why are they so amazing? // Amer. J. Biochem. Biotechnol. 2012. V. 8. № 1. P. 40–46. (проверить правильность названия журнала)
16. Isnansetyo A.. Bioactive substances produced by marine isolates of Pseudomonas / Isnansetyo A., Kamei Y. // J. ? Ind. Microbiol. Biotechnol. 2009. V. 36. № 10. P. 1239–1248.
17. Gurney R. Mupirocin: biosynthesis, special features and applications of an antibiotic from a gram_negative bacterium / Gurney R., Thomas C.M. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2011. V. 90. № 1. P. 11–21.
18. Kidarsa T.A. Phloroglucinol mediates crosstalk between the pyoluteorin and 2,4-diacetylphloroglucinol biosynthetic pathways in Pseudomonas fluorescens Pf-5 / Kidarsa T.A., Goebel N.C., Zabriskie T.M, Loper J.E // Mol. Microbiol. 2011. V. 81. № 2. 395–414.
19. Brendel N. A cryptic PKS-NRPS gene locus in the plant commensal Pseudomonas fluorescens Pf-5 codes for the biosynthesis of an antimitotic rhizoxin complex / Brendel N., Partida-Martinez L.P., Scherlach K., Hertweck C. // Org. Biomol. Chem. 2007. V. 5. № 14. P. 2211-2213.
20. Павлова О.Н. Особенности распространения бактерий рода Pseudomonas в озере Байкал / Павлова О.Н., Дрюккер В.В., Косторнова Т.Я., Никулина И.Г. // Сиб. экол. журнал. 2003. № 3. С. 267–272.
21. Липко И.А. Идентификация генов поликетидсинтаз (PKS) в геноме штамма Pseudomonas fluorescens 28bBb-06 из пресноводной губки Baikalospongia bacillifera / Липко И.А., Калюжная О.В., Кравченко О.С., Парфенова В.В. // Молекулярная биология. 2012. Т. 46. № 4. С. 677–679.
22. Lacava Р.Т. The Endophyte Curtobacterium flaccumfaciens reduces symptoms caused by Xylella fastidiosa in Catharanthus roseus / Lacava Р.Т., Li W., Araujo W.L., Azevedo J.L., Hartung J.S. // J. Microbiol. 2007. V. 45. № 5. P. 388–393.
23. Hahn M.W. Isolation of novel ultramicrobacteria classified as actinobacteria from five freshwater habitats in Europe and Asia / Hahn M.W., Lünsdorf H.,Wu Q., Schauer M., Höfle M.G., Boenigk J., Stadler P. // Appl. Environ. Microb. 2003. V. 69. № 3. P. 1442–1451.
24. Karojet S. Microbacterium yannicii sp. nov., isolated from Arabidopsis thaliana roots / Karojet S., Kunz S., van Dongen J.T. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2012. V. 62. № 4. P. 822–826.
25. Haroune N. Metabolism of 2-mercaptobenzothiazole by Rhodococcus rhodochrous / Haroune N., Combourieu B., Besse P., Sancelme M., Kloepfer A., Reemtsma T., De Wever H., Delort A.M.// Appl. Environ. Microb. 2004. V. 70. № 10. P. 6315–6319.
26. Zhao K. The diversity and anti-microbial activity of endophytic actinomycetes isolated from medicinal plants in Panxi plateau, China / Zhao K., Penttinen P., Guan T., Xiao J., Chen Q., Xu J., Lindström K., Zhang L., Zhang X., Strobel G.A. // Curr. Microbiol. 2011 V. 62. № 1. P. 182–190.
27. Carbajal-Rodriguez I. Aerobic Degradation of mercaptosuccinate by the Gram-negative bacterium Variovorax paradoxus strain B4 / Carbajal-Rodriguez I., Stoveken N., Satola B., Wubbeler J.H., Steinbuchel A. // J. Bacteriol., 2011. V. 193. № 2. P. 527–539.